2024年3月31日发(作者：)
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广东医学２００６年ｌ０月第２７卷第ｌ０期 ・１５６９・ 综述・讲座 脂肪组织源性基质细胞研究进展＊ 李发涛综述 宇丽审校 暨南大学医学院生物化学教研室（广州５１０６３２） 脂肪组织源性基质细胞（ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｔｒｏ． ｅｒａｌ ｃｅｌｌｓ，ＡＤＳＣｓ）已成为干细胞研究的又一热点。 ＡＤＳＣｓ不但具有来源自体、容易获取、再生能力强及低 衰老性等特点，而且具备多向分化的潜能，经诱导可以 分化为脂肪细胞、软骨细胞、成骨细胞、骨骼肌细胞、心 肌细胞、内皮细胞、神经细胞及肝细胞等，显示出了其 在组织工程及基因治疗中的良好应用前景。目前这一 领域的基础研究进展迅速，本文就ＡＤＳＣｓ的生物学特 性、多向分化潜能及临床应用前景进行综述。 １ 的发现与分离培养 由于在干细胞的研究中已发现越来越多的器官或 组织可分离出成体干细胞，如神经干细胞、血液干细 胞、骨髓间充质干细胞、肌肉干细胞、成骨干细胞、皮肤 干细胞等，而脂肪组织与骨髓组织一样均在胚胎发育 过程中源自中胚层，因此研究者们设想能否从脂肪组 织中有效分离出干细胞成为研究目标。ＺＵＫ等【ｌ Ｊ以外 科切除或吸脂方式获得人或大鼠的脂肪组织为研究对 象，将脂肪组织切碎，经Ｉ型胶原酶消化，离心等简单 处理获得在显微镜下呈成纤维细胞形态的细胞群，称 其为加工过的脂肪抽吸物细胞（ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｌｉｐｏａｓｐｉｍｔｅ ｃｅｌｌｓ，ＰＬＡ细胞）。平均每３０ｏ ｒＩ１ｌ抽吸脂肪组织中可得 到２×ｌｓｏ～６×ｌ０ｓ个细胞，进行原代培养，传代后的细 胞称为ＡＤＳＣｓ。 ２ ＡＤＳＣｓ的生物学特性 ２．１ 生长特点ＡＤＳＣｓ呈成纤维细胞样生长，胞浆和 核仁丰富，呈平行或漩涡样排列。细胞周期分析显示 ＧＤ／ｑ期的细胞占６９％，Ｓ期占２４％，Ｇ２／Ｍ期占８％。 在胎牛血清的存在条件下传代培养的ＡＤＳＣｓ ２～３ ｄ增 殖１倍【２Ｊ。多次传代（１０～２０代）后，细胞增殖速度无 明显减慢，在传代６次后细胞群体中出现衰老细胞，第 １５代细胞群体中衰老细胞约占１５％【 。 ２．２免疫表型 脂肪组织源性基质细胞经流式细胞 仪分析Ｃ１９９，ＣＤＩＯ，ＣＤ１３，ＣＤ２９，ＣＤ４４，ＣＩＭ９ｄ，ＣＩＭ９ｅ， ＣＤ５４，ＣＤ５５，ＣＤ５９，ＣＤ９０，ＣＤ１０５，ＣＤｌ１７，ＣＤ１４６，ＣＤ１６６， ＳＴＲＯ—ｌ均为阳性。其中ＣＤ１０５，ＣＤ１６６，ＳＴＲＯ一１被鉴 定为多向分化潜能细胞的标志分子，而ＣＤ３１，ＣＤ３４， ＊教育部科学技术研究重点基金资助项目（编号：０２９１０），广东省 自然科学基金资助项目（编号：３１８７５），广东省广州市重大科技攻关 项目（编号：２００２Ｚ１一Ｅ００３２） ＣＤ４５均为阴性。上述细胞表型与骨髓问充质干细胞 （ＢＭＳＣｓ）的表型基本相同。ＡＤＳＣｓ缺乏表达造血细胞 及内皮细胞的标记分子，如：ＣＤ３，ＣＤ４，ＣＤ１ｌｃ，ＣＤ１５， ＣＤ１６，ＣＤ１９，ＣＤ３１，ＣＤ３３，ＣＤ３８，ＣＤ５６，ＣＡ）６２ｐ，ＣＤ１０４， ＣＤ１４４。ＡＤＳＣｓ表达ＣＤ４９ｄ，不表达ＣＤ１０６；而正好相 反，ＢＭＳＣｓ表达ＣＤ１０６，不表达ＣＤ４９ｄｔ ３ｌ。 ３ ＡＤＳＣｓ的多向分化潜能 ３．１ 向脂肪细胞分化 在ＡＤＳＣｓ的基础培养 基（ＤＭＥＭ／１０％ＦＢＳ）中加入异丁基甲基黄嘌呤（ｉｓｏｂｕｔｙｌ —ｍｅｔｈｙｌｘａｎｔｈｉｎｅ，ＩＢＭＸ）、地塞米松、胰岛素和吲哚美辛 诱导分化２周，部分细胞分化为脂肪细胞，经长时间的 培养，ＡＤＳＣｓ仍维持此种分化潜能【ｌ Ｊ。噻唑烷二酮 （ｔｈｉａｚｏｌｉｄｉＩ１ｅｄｉｏｎｅｓ）与糖皮质激素（ｇｌｕｃｏｃｏｒｔｉｃｏｉｄｓ）可以协 同刺激ＡＤＳＣｓ向脂肪细胞分化，使细胞脂滴形成，明显 增加脂肪细胞特异的甘油磷酸脱氢酶（ＧＰＤＨ）和瘦素 （１ｅｐｔｉｎ）的表达。外源性的添加碱性成纤维细胞生长因 子（ｂｍＦ）或转染ｂＦＧＦ则明显促进ＡＤＳＣｓ增殖，在成脂 肪细胞分化条件的诱导下转染ｂＦＧＦ的细胞停止增殖， 并开始向脂肪细胞分化，ＡＤＳＣｓ可能是人脂肪组织再 生较合适的细胞来源【４Ｊ。 ３．２ 向软骨细胞分化 ＡＤＳＣｓ向软骨细胞分化 的基础培养基是ＤＭＥＭ／１％ＦＢＳ，在基础培养基中加入 胰岛素，ＴＧＦ一８和抗坏血酸，诱导分化后的细胞分泌 Ⅱ型胶原和蛋白多糖。ＡＤＳＣｓ在藻酸盐培养体系中， 经成软骨诱导２周后，大量合成Ⅱ型胶原、Ⅳ型胶原及 硫酸软骨素，将诱导后细胞与藻酸盐复合物植入裸鼠 皮下１２周后形成软骨样组织，免疫组化显示软骨特异 的细胞外基质成分合成明显增多 ５。在成软骨细胞诱 导过程中ＩＴＳ及ＴＧＦ一８明显刺激细胞增殖和蛋白多 糖的合成与沉积，而地塞米松则不利于蛋白多糖的合 成及沉积。转染绿色荧光蛋白（ＣＦＰ）的ＡＤＳＣｓ仍具有 多向分化潜能，且随其传代及分化荧光的强度并不衰 减，说明ＡＤＳＣｓ可以稳定表达外源性基因，因其易于鉴 定及示踪可能会成为体内体外软骨组织工程研究中的 首选细胞【６ ：而且ＡＤＳＣｓ与ＢＭＳＣｓ的成软骨能力相似。 在成软骨诱导培养的方法上，目前多数研究采用聚集 培养或藻酸盐微球培养进行诱导。 ３．３ ＡＤＳＣｓ向成骨细胞分化ＡＤＳＣｓ向成骨细胞分化 的诱导条件为ＤＭＥＭ／１０％ＦＢＳ培养基中加入地塞米 松、抗坏血酸、８一甘油磷酸钠。诱导分化２周，约有 ５０％的细胞碱性磷酸酶呈阳性表达，有钙化斑出现【】Ｊ。
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・１５７０・ 生长因子的浓度对其分化能力也有影响，添加１ ｎ ｍｌ ｂＦＧＦ则ＡＤＳＣｓ易于向成骨细胞分化，而添加 １ ０００ ｎｇ／ｍｌ ｂＦＧＦ则ＡＤＳＣｓ易于向脂肪细胞分化＿７ 。 将ＡＤＳＣｓ与ＢＭＳＣｓ分别接种于胶原或Ｂ一磷酸三钙支 架上，经成骨分化诱导，体内和体外结果显示ＡＤＳＣｓ与 ＢＭＳＣｓ具有同样的成骨特性＿８ｊ。将ＡＤＳＣｓ接种于聚乳 酸，聚羟基乙酸共聚物（ＰＩＧＡ）支架上用于修复小鼠的 颅骨缺损，１２周后ｘ线显示整个缺损区有骨桥形成， 与其他种子细胞相比，ＡＤＳＣｓ具有同样的成骨及修复 骨缺损的能力，而且无需进行基因改造和添加外源性 的生长因子。 ３．４ ＡＤＳＣｓ向骨骼肌细胞分化ＡＤＳＣｓ向成肌细胞诱 导分化的基础培养基为ＤＭＥＭ／ＩＯ％ＦＢＳ／５％马血清， 加入地塞米松，氢化考地松，诱导一段时间后培养皿中 出现多核细胞，早期分化的细胞表达肌源性决定因子 （ｍｙｏｇｅｎｉｃｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎｆａｃｔｏｒｌ，ＭｙｏＤ１），６周后终末分化 的成肌细胞表达肌球蛋白，分化为肌细胞的比例为总 细胞的１５％左右＿９ｊ。用腺病毒介导的ＬａｃＺ标记的自 体ＡＤＳＣｓ移植于受损的胫骨前肌处，１５ ｄ后经染色显 示再生的肌纤维中Ｊ３一半乳糖苷酶阳性，提示ＡＤＳＣｓ 参与了肌纤维的再生，２个月后损伤处肌组织体积明 显增大，肌张力也明显增强，与肌卫星细胞移植所产生 的肌再生效应相似¨ｏ＿。 ３．５ ＡＤＳＣｓ向心肌细胞分化 ＲＡＮＧＡＰＰＡ等…ｊ以 ＲＰＭＩ为基础培养基加入５一氮杂胞苷诱导培养１周后 细胞形态发生变化，两周后细胞形成了圆形外观，３周 后细胞出现了自发搏动，２个月后免疫组化染色显示 肌球蛋白重链，ａ一肌动蛋白和肌钙蛋白一１阳性。另 有报道指出ＡＤＳＣｓ体外培养无需添加５一氮杂胞苷就 可以鉴定出少量的具有自律性的心肌细胞，提示ＡＤ． ＳＣｓ可以在体外自发地向心肌细胞分化¨ 。即不管是 否需要添加刺激因子，ＡＤＳＣｓ均可以分化为心肌细胞。 ３．６ 向内皮细胞分化 向内皮细胞诱导 分化的基础培养基为、Ｍ１９９／２％ＦＢＳ，加ⅦＧＦ及ｂＦＧＦ， ４８ ｈ后有网格样结构形成。分化后的细胞表达ＣＤ３１， ＣＤ３４。ＣＤ１４４及ｅＮＯＳ等内皮细胞特异性抗原，同时表现 内皮细胞标志性地吞噬Ｄｉｌ—Ａｃ—ＬＤＬ的功能胞，而且 ＡＤＳＣｓ能够促进缺血下肢的血管再生¨３ｌ。ＲＥＨＭＡＮ 等【Ｍ Ｊ提出ＡＤＳＣｓ可以分泌ＶＥＧＦ、肝细胞生长因子、转 化生长因子等促血管新生和抗凋亡因子，将ＡＤＳＣｓ注 射到缺血部位后采用旁分泌的方式促进血管新生以及 保护缺氧细胞抗凋亡。这说明ＡＤＳＣｓ不仅本身可以分 化为内皮细胞，而且可以通过分泌生长因子促进缺血 组织中新生血管的形成。 ３．７ ＡＤＳＣｓ向神经细胞分化 在ＤＭＥＭ培养基基础 上，应用胰岛素，氢化考地松，丙戊酸和丁酸酯羟基茵 香醚，弗司扣林及氯化钾，诱导ＡＤＳＣｓ向神经细胞分 化。培养的ＡＤＳＣｓ在细胞骨架和膜表面的形态上都有 明显的改变，并经免疫细胞化学及ＲＴ—ＰＣＲ检测证实 可表达神经细胞的表型，说明ＡＤＳＣｓ向神经细胞诱导 分化的可行性。研究发现应用表皮生长因子（ＥＧＦ）和 成纤维细胞生长因子（ｂＦＧＦ）更易诱导ＡＤＳＣｓ向神经细 胞的分化；并且可致细胞骨架重新排列，使其具有与神 经细胞更相似的核及细胞形态；同时可见神经胶质酸 性蛋白（ＧＦＡＰ），Ｎ一乙酰神经氨酸（ＮｅｔｔＮ）等的免疫细 胞化学染色呈明显阳性＿ｌ 。给ＡＤＳＣｓ提供１３２７、ｂＦＧＦ、 脑源性神经营养因子（ＢＤＮＦ）也显示出明显的向神经 细胞分化倾向。但是目前ＡＤＳＣｓ向神经细胞的分化， 停留在只能使其表达早期分化阶段神经细胞特异的标 志分子阶段，表明现在只能使ＡＤＳＣｓ分化为早期阶段 的神经细胞，而不能使其分化为成熟的神经细胞。 ３．８ ＡＤＳｃｓ向肝细胞分化 向ＡＤＳＣｓ培养基中添加 肝细胞生长因子（ＨＧＨ）和制瘤素Ｍ（ｏｎｃｏｓｔａｔｉｎ Ｍ， ＯＳＭ），可以形成类似肝细胞形态的细胞，在此基础上 添加ＤＭＳＯ可以促进ＡＤＳＣｓ向肝细胞分化。ＲＴ—ＰＣＲ 和免疫组化结果显示经诱导分化的细胞可以合成清蛋 白，甲胎蛋白；可以摄取低密度脂蛋白（ＬＤＬ）并产生尿 素【Ｉ６ｊ。给切除部分肝脏来刺激肝组织再生的小鼠静脉 注射ＡＤＳＣｓ后，有大量的 ）ＳＣｓ聚集在肝脏，参与肝组 织的再生。由此可以证实ＡＤＳＣｓ可以向肝细胞分化。 ３．９ ＡＤＳＣｓ向造血细胞分化 ＣＯＵＳＩＮ等 将ｃ５７小 鼠脂肪组织分离出来的基质细胞，经尾静脉输注给经 致死量（１０ Ｇｖ）照射的同系小鼠，结果，受体小鼠的造 血功能完全恢复，在受体小鼠的骨髓、脾脏及外周血均 可以检测到供体来源的细胞，ＰＣＲ检测证实其可以持 续１０周以上，说明供体小鼠的细胞可以在受体小鼠中 稳定存在，并且可以分化为不同系的血液细胞。国外 有学者报道将ｃ５７ＢＬ／６小鼠的第３代ＡＤＳＣｓ接种在羟 基磷灰石支架上，在成骨诱导培养基中成骨诱导培养 ３ ｄ。再将其移植到同系小鼠皮下，从４—１０周不同时 间点将其取出进行检测。通过染色，在显微镜下观察 到骨基质、骨髓、脂肪细胞、各种血细胞及小血管。提 示ＡＤＳＣｓ可以用来做为骨髓再生的细胞，通过骨髓组 织工程来治疗造血性疾病。 ４脂肪组织源性基质细胞的临床应用前景 ４．１用于组织工程的种子细胞软骨、骨、神经及肌 肉等组织的缺损是Ｉ临床面临的难题，以细胞为基础的 细胞治疗和组织工程的提出为上述疾病的治疗带来了 新的希望。研究者们一直在寻找理想的细胞来源，目 前研究较多是ＢＭＳＣｓ。而ＡＤＳＣｓ具有如下优势：脂肪 组织抽取比较容易，只需对患者进行局麻，对患者造成 的痛苦较小；脂肪组织中ＡＤＳＣｓ含量丰富，ＡＤＳＣｓ具有 再生能力强，低衰老性等特点；ＡＤＳＣｓ具有多项分化潜 能，而且与ＢＭＳＣｓ相比，分化潜能的降低随传代次数的 增加不明显；ＡＤＳＣｓ可以合成分泌细胞因子。所以 ＡＤＳＣｓ可能会成为首选的种子细胞来源。 ４．２作为基因治疗的载体腺病毒、逆转录病毒和慢
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广东医学２００６年ｌ０月第２７卷第ｌ０期 病毒是基因治疗的常用载体，ＭＯＲＩＺＯＮＯ等＿ｌ ８Ｊ研究发 现慢病毒转染ＡＤＳＣｓ的效率最高，并且将转染外源基 因的ＡＤＳＣｓ诱导分化为脂肪细胞和成骨细胞后仍有外 源基因的表达。杨立业等＿ｌ 采用腺病毒载体Ａｄ５ 介导法将ＬａｃＺ转入培养的大鼠脂肪组织源性基质细 胞，Ｈｏｅｃｈｓｔ３３２５８标记细胞，立体定向移植到大鼠的纹 状体，观察到脂肪组织源性基质细胞能够在体内和体 外稳定表达ＬａｃＺ基因，细胞移植到脑内可以移行，移 植细胞没有过渡增生和肿瘤形成，对宿主脑组织无破 坏。脂肪组织源性基质细胞可以稳定表达外源基因， 与脑组织有很好的相容性，是中枢神经系统基因治疗 的良好载体。 ４．３ 用于部分心血管疾病的治疗 由于ＡＤＳＣｓ在向 心肌细胞和血管内皮细胞分化的同时，又可以分泌细 胞因子，故在发生心肌梗死时，可以局部注射ＡＤＳＣｓ， 既可以使心肌细胞再生，又可以尽可能地减少原心肌 细胞的凋亡，最大可能地改善心室的功能。同时也可 以通过冠状动脉注入ＡＤＳＣｓ，促进内皮和新血管的再 生，以改善心脏功能。ＡＤＳＣｓ也可以同样用于肢体缺 血的治疗。 ４．４用于辅助或替代ＢＭＴ治疗 由于骨髓库规模有 限，能够找到合适骨髓配型进行骨髓移植（ＢＭＴ）以挽 救患者生命的机率很小。间充质干细胞（ＭＳＣｓ）联合 ＢＭＴ治疗可以弥补单独ＢＭＴ的不足，使半相合ＢＭＴ成 为可能。骨髓来源的ＭＳＣｓ可以分化为造血细胞，由于 脂肪组织来源的ＭＳＣｓ具有取材优势，且脂肪组织不易 受到恶性肿瘤的侵犯；同时ＡＤＳＣｓ可以分化为造血细 胞，作为骨髓再生的细胞来源。所以ＡＤＳＣｓ比ＢＭＳＣｓ 用于辅助或替代ＢＭＴ治疗更具优势。 ５结语 目前在组织工程的种子细胞方面研究的较多的是 骨髓间充质干细胞，而源于中胚层的脂肪组织中的基 质细胞具有与骨髓间充质干细胞相似的多向分化潜 能，而且具有前述的多种优势，所以这种细胞可能会替 代ＢＭＳＣｓ成为新的组织工程细胞来源。同时在作为基 因治疗的载体及辅助或替代ＢＭＴ方面也显示出广阔 的应用前景。但是由于目前对干细胞的鉴定还缺乏有 效的标志分子，对ＡＤＳＣｓ的研究现在还处于起始阶段， 所获得的脂肪组织源性基质细胞是一群具有不同特征 的混合细胞。所以对ＡＤＳＣｓ的特性及定向分化机制尚 需深入的研究，要使其真正应用于临床，还有很长的路 要走。 参考文献 ｆＩ］ＺＵＫ Ｐ Ａ，ＺＨＵ Ｍ，ＭＩＺＵＮＯ Ｈ，ｅｔ ａ１．Ｍｕｌｔｉｌｉｎｅａｇｅ ｃｅｌｌｓ ｆｒｏｍ ｈｕｍａｎ ａｄｉｌｍｓｅ ｔｉｓｓｕｅ：ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｃｅｌｌ—ｂａｓｅｄ ｔｈｅｒａｐｉｅｓ［Ｊ］．Ｔｉｓｓｕｅ Ｅｎｇ， ２００１，７（２）：２１ｌ一２２８． ［２］ＧＲＯＮＩ＇ＨＯＳ Ｓ，Ｆ｜ＵｕＮＫＬＩＮ１）Ｍ，ＬＥＤＤＹＨＡ，ｅｔ ａ１．Ｓｕｒｆａｃｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｌｌｎ ｏｆ ｈｕｍａｎ ａｄｉｔ￣ｅ ｔｉｓｕｅ—ｄ￣ｖｅｄ ｓｔｒ￣Ｌａｌ ｃｅ１ｌｓ［Ｊ］．Ｊ ・ １５７１ ・ Ｃｅｌｌ Ｐｈｙｓｉｏｌ，２００１，１８９（１）：５４～６３． 【３ Ｊ Ｍ Ｂ Ｍ，ｍＣＯＫ Ｋ Ｃ，ＺＨＵ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ｍｕｌｔｉｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａ— ｔｉｏｎ ｏｆ ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ—ｄｅｒｉｖｅｄ，ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ［Ｊｊ．Ｋｅｉｏ Ｊ Ｍｅｄ，２Ｏ０５，５４ （３）：１３２—１４１． 【４Ｊ ＹＡＭＡＳＨＩＲＯＨ，ＩＮＡＭＯＴＯＴ，ＹＡＧＩＭ，ｅｔ ａ１．踯ｃｉｅｎｔ ｐｒｏｌｆｉｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｄｉｐｏｓｅ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉｔａｏｎ ｏｆ ｈｕｍａｎ ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ—ｄ￣ｖｅｄ ｖａｓｃｕｌａｒ ｓｔｗｍａｌ ｃｅｌｌｓ ｔｒａｎｆｆｅｃｔｄｅ ｗｉｈｔ ｂａｓｉｃ ｆｉｂｒｏｂｌａｓｔ ｆａｃｔｏｒ ｇｅｎｅ［Ｊ］． ｉＴ８８１１．ｅ Ｅｎｇ，２ＯＯ３，９（５）：８８１—８９２． ［５］ＣＨＥＮ ｘ ｚ，ＬＩＮ Ｙ Ｆ，ＱＩＡＯ Ｊ，ｅｔ ａ１．Ｈｃｔｅｒｏｔｏｐｉｃ ｃｈｏｎｄｍｇ￣ｅｎｅｓｉｓ ｏｆ ｕｈｍａｎ ａｄｉｐｏｓｅｔｉｓｓｕｅ—ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｓｌｏａｄｉｎｇ ｏｎ ａｌｇｉｎａｔｅ ［Ｊ］． ￣ｏｎｇｈｕａ Ｋｏｕ Ｑｉａｎｇ Ｙｉ Ｘｕｅ Ｚａ Ｚｈｉ，２ＯＯ４，３９（４）：３１６—３１９． ［６］ＬＩＮ Ｙ，ＣＨＥＮＸ，ＹＡＮ Ｚ，ｅｔ ａ１ Ｍｕｌｔｉｌｉｎｅａｇｅ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ０ｆ ａｄｉｐｏｓｅ —ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｓ ｆｒｏｍ ＧＦＰ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｍｉｅｃ【Ｊ Ｊ．Ｍｏｌ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｃｈｅｍ，２ＯＯ６，２８５（１／２）：６９—７８． 【７Ｊ ＩＮ０ＵＥ ｓ，ＨＯＲＩ Ｙ，ＨＩＲＡＮ０ Ｙ，ｅｔ ａ１．Ｅｆｆｅｃｔｏｆ ｃｕｌｔｕｒｅ ｓｕｂｓｔｒａｔｅ ａｎｄ ｉｆｂｒｏｂｌａｓｔ乎呻 ｆａｃｔｏｒ ａｄｄｉｉｔｎｏ ０ｒＩｔｈｅ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｎｏ ａｎｄ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉｔａｏｎ ０ｆ ｕｈｍａｎ ａｄｉｐｏ—ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｓ［Ｊ］．Ｊ Ｂｉｏｍａｔｅｒ Ｓｃｉ Ｐｏｌｙｍ，２１Ｘ／５，１６（１）： ５７—７７． ［８］ＨＡＴＦＯＲＩ Ｈ，ＭＡｓＵ０ＫＡ Ｋ，ＳＡＴＯ Ｍ．ｃｔ ａ１．Ｂｏｎｅ ｆｏｎｎａｔｏｎ ｌ１ｇ ｈｕｍａｎ ａｄｉｐｏｓｅ ｉｔｓｓｕｅ—ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｔｉ￣ｌｌａ］ｃｅｌｓ ａｎｄ ａ ｂｉｏｄｅｇｒａｄａｂｌｅ ８ａｔｆ－ ｏｆｌｄ［Ｊ］．Ｊ Ｂｉｏｍｅｄ Ｍａｔｅｒ Ｒｅｓ Ｂ Ａｖｐｌ Ｂｉｏｍａｔｅｒ，２ＯＯ６，７６（１）：２３０— ２３９． ［９］ＭＩＺＵＮＯ Ｈ，ＺＵＫ Ｐ Ａ，ＺＨＵ Ｍ，ｃｔ ａ１．Ｍｙｏｇｅｎｉｃ Ｄｉｆｅｒｅｎｔｉｔａａｎ ｂｙ Ｈｕｍａｎ Ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ Ｌｉｐｏａｓｐｉｒａｔｅ Ｃｅｌｌｓ【Ｊｊ．ＰＩａｓｔｉｃ ａｎｄ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｖｅ ￣．ｎ＇ｇｅｒｙ，２ＯＯ２，１０９（１）：１９９—２０９． ［１０ｊ ＢＡＣＯＵ Ｆ，ＡＮＤＡＬＯＵＳＩ Ｒ Ｂ，ＤＡＵＳＳＩＮ Ｐ Ａ，ｅｔ ａ１．Ｔｒａｎｓｐｌｎａｔａｔｉｎｏ ０ｆ ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｕｅ—ｄ￣ｖｅｄ ｓｔｒｏｍａｌ ｃｅｌｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｍａｓｓ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃａｐａｃｉｔｙ ０ｆ ｄａｌｌｌａ ｓｋｅｌｅｔａｌ ｍｕｓｃｌｅ［Ｊ］．ｃｅｕ Ｔｒａｎｓｐｌｎａｔ，２００４．１３ （２）：１０３一ｌ１１． ［１１］ＲＡＮＧＡＰＰＡ Ｓ，ＦＥＮ Ｃ，ＬＥＥ Ｅ Ｈ，ｃｔ ａ１．Ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｎｏ ０ｆ ａｄｕｌｔ ＩＩ１ｅＳ— ｎａｃｈｙｍａｌ ｓＩｅｔ１ｌ ｃｅｌｌｓ ｉｓｄａｔｄｅ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｆａｔｔｙ ｔｉｓｕｅ ｉｎｔｏ ｅａ＿，ｄｉｏｍｙｏｃｙｔｓｅ ［Ｊ］．Ａｎｎ ３ｈｏｒａｃ Ｓｕｒｇ，２００３，７５（３）：７７５—７７９． 【１２Ｊ ＰＬＭ￣ＩＡＴ—ＢＥＮＡＲＤ Ｖ，ＭＥＮＡＲＤ Ｃ，ＡＮＤｌ砸Ｍ，ｅｔ ａ１．Ｓｐ０ｎｔａｒｌ ｃａｒｄｉｏｍｙｏｃｙｔｅ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｎｏ ｆｒｏｍ ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ ｓｔｒｏｔｒｍ ｃｅｌｓ［Ｊｊ．Ｃｉｒｃ Ｒｅｓ，２Ｏ０４，９４（２）：２２３—２２９． ［１３］曹莹，盂艳，孙昭．脂肪来源成体干细胞分化为内皮细胞的潜 能［Ｊ］．中国医学科学院学报，２００５，ｚ７（６）：６７８—６８２． ［１４］ＲＥＨＭＡＮ Ｊ，ＴＲＡＫ３ＵＥ＇ＶＤ，ＬＩ Ｊ，ｅｔ ａ１．Ｓｅｃｒｅｔｉｎｏ ０ｆ ａｎｇｉ曙ｅｆＩｉｃ ａｎｄ ａｎｔｉａｐｃｐｔｏｔｉｃｆａｃｔｏｒｓ ｂｙ ｈｕｍａｎ ａｄｉｐｏｓｅ ｓｔｍｍａｌ ｃｅｌｓ［Ｊ］．Ｃｉｅｒｌｕｌｔａｏｎ． ２ＯＯ４，１９０（１Ｏ）：１２９２—１２９８． 【ｌ５ Ｊ Ｓ ０ｆｕ）ＫＭ，ＳＡＦＦＯＲＤＳＤ，ＧＩＭＢＬＥ Ｊ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｎｏ ｆｏ ｎｅｕｒｎａｄ／＃ｉａ］ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｎｏ ｏｆ￣ｌｉｒ／ｌｅ ａｄｉｐｏｓｅ—－ｄｅｒｉｖｅｄ ａｄｕｈ ｓｔｒｏ－・ ｅｒａｌ ｅｃｌｌｓ［Ｊ］．Ｅ印Ｎｅｕｒｏｌ，２０Ｏ４．１８７（２）：３１９—３８２． ［１６Ｊ ＳＥＯ Ｍ Ｊ，ＳＵＨＳ Ｙ，ＢＡＥ ＹＣ，ｅｌ：ａ１．Ｄ／ｆｅｒｅｎｆｉｔａｏｎ ｆｏｈｕｍａｎ ａｄ／ｌｘ￣ｅ ８ｎ’０ｌＴｌａｌ ｅｃｌｌｓｉｎｔｏ ｈ￣ｖａｔｃｌｉｎｅａｇｅｉｎ ｖｉｔｒｏａｎｄｉｎｖｉｖｏ［Ｊｊ．Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｂｉｏ— ｐｈｙｓ Ｒｅｓ ＣＡ）ｌｌｌｌ／ｌｕｎ，２０Ｏ５，３２８（１）：２５８—２６４． ［１７ｊ ＣＯＵＳＩＮ Ｂ，ＡＮＤＲＥ Ｍ，ＡＲＮＡＵＤ Ｅ，ｅｔ ａ１．Ｒｅｃｏｎｓｔｒｉｔｕｔｉｏｎ ０ｆｌｅｔｈａｌｌｙ ｉｒｒａｄｉａｔｄｅ ｍ／ｃｅ ｂｙｃｅｌｓｉｓｏｌｔａｄｅｆｒｏｍ ａｄｉｐｏｓｅｔｉｓ￣ｅ［Ｊ Ｊ．Ｂｉｃａｈｅｍ 。一 ｐｈｙｓ Ｒｅｓ Ｃｍｎｍｕｎ，２ＯＯ３，３０１（４）：１０１６—１０２２． ［１８］ＭＯＲＩＺＯＮＯ Ｋ，ＤＥ ＵＧＡＲＴＥ＂Ｄ Ａ，ＺＨＵ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ｍｕｌｔｉｌｉｎｅａｇｅ ｅｃｌｓ ｆｒｏｍ ａｄｉｐｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ ｇａｎｅ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｖｅｈｉｃｌｅｓ［Ｊ］．Ｈｕｍ Ｇｅｌｌｅ ３ｈｅｒ，２ＯＯ３， １４（１）：５９—６６． ［１９］杨立业，郑佳坤，惠国桢，等．脂肪组织的干细胞作为神经系 统基因治疗载体的研究［Ｊ］．四川大学学报：医学版，２ｏｏ４，３５ （４）：４６３—４６５． （收稿日期：２００６—０６—２８编辑：张素文）
